Controles de carga en experimentos de Western blot
Mary Johnson (han at labome dot com)
Synatom Research, Princeton, New Jersey, United States
Translator
Agustin Carbajal (quiocarbajal at gmail dot com)
Cordoba, Argentina
DOI
//dx.doi.org/10.13070/mm.es.2.114
Date
fecha : 2018-05-23; original version : 2012-02-18
Cite as
MATER METHODS es 2012;2:114
Resumen

Informe exhaustivo sobre los controles de carga en experimentos de Western blot y resultados del estudio de 112 publicaciones.

English Abstract

A comprehensive review of loading controls for Western blots, and the survey results from 112 formal publications.

Controles de carga en experimentos de Western blot

La técnica de Western blot se utiliza para medir el cambio de una proteína en particular en diferentes condiciones. El proceso de Western blot requiere diversos pasos, incluyendo la preparación de la muestra, la carga de la muestra, la electroforesis, la transferencia de las proteínas, la incubación con los anticuerpos y la detección de la señal. Para poder interpretar los resultados de un experimento de Western blot es imprescindible utilizar un control de carga a lo largo del proceso.

Controles de carga en experimentos de Western blot Figura 1
Figura 1. Controles de carga: A, beta actina. Esta imagen fue adaptada de la Figura 1 de [118]. B, tubulina. Esta imagen fue adaptada de la Figura 1 de [119]. C, GAPDH. Esta imagen fue adaptada de la Figura 2S de [120]. D, lamina B. Esta imagen fue adaptada de la Figura 1 de [119]. E, HSC70. Esta imagen fue adaptada de la Figura 2 de [121]. F, vinculina. Esta imagen fue adaptada de la Figura 3 de [122].

Un control de carga asegura que

  1. la misma cantidad de muestra proteica es cargada en cada carril,
  2. las proteínas de todos los carriles son transferidas a la membrana con la misma eficiencia,
  3. la incubación del anticuerpo (primario, y de ser necesario secundario también), y la detección de la señal son uniformes en todos los carriles.

Las señales de los controles de carga típicamente se utilizan para normalizar las señales de las proteínas de interés.

Labome analizó 112 publicaciones que contenían experimentos de Western blot con controles de carga. Los resultados indican que actina (específicamente beta actina) es el control de carga más frecuente. La figura 1 muestra una recopilación de imágenes de experimentos de Western blot de algunas de esas publicaciones. Otras interesantes observaciones de este análisis bibliográfico se comentan más adelante en este artículo.

NúmProveedorNúm
actina55
Sigma-Aldrich30
Santa Cruz Biotechnology12
EMD Millipore/Chemicon 3
Abcam2
Roche Molecular Biochemicals2
tubulina20
Sigma-Aldrich10
Santa Cruz Biotechnology4
Tabla 1.Número de publicaciones (Núm) que citan los principales controles de carga de cada uno de los principales proveedores.

Las proteínas a usar como control de carga deben cumplir con ciertos criterios. Estos criterios son:

  1. los niveles de la proteína los controles de carga permanecen constantes bajo las condiciones evaluadas (comparados con el contenido de proteínas totales), por ejemplo, con o sin el tratamiento de una droga en particular, o durante diferentes etapas de desarrollo,
  2. las bandas de detección de los controles de carga son diferentes a aquellas de las proteínas de interés en términos de peso molecular,
  3. los límites de detección de los controles de carga y de las proteínas de interés se encuentran dentro de rangos dinámicos. Esto es, el método de detección y el protocolo pueden evidenciar cambios en los niveles del control de carga y de la proteína de interés sin saturar la señal.

El rango dinámico de detección de un control bajo un protocolo específico de Western blot puede ser determinado llevando a cabo un Western blot específicamente para la proteína control en una dilución serial y examinando las señales. La intensidad de la señal debe correlacionarse con la dilución.

Controles de carga para diferentes muestras

Diferentes preparaciones de muestra requieren diferentes controles de carga. En la tabla 2 se resumen los controles de carga más comúnmente utilizados para extractos celulares completos/proteínas citoplasmáticas, mitocondrias, proteínas nucleares, tejidos vegetales y muestras de suero. Cada uno de ellos se discute en detalle más abajo.

tipo de muestraproteínaPM (kDa)
extracto celular / proteínas citoplasmáticas
beta actina43
alfa actina43
GAPDH30-40
beta tubulina55
alfa tubulina55
(alto peso molecular)vinculina116
mitocondria
VDCA1/porina31
citocromo C oxidasa16
proteínas nucleares
lamina B166
proteína de unión a TATA (del inglés, TBP)38
PCNA29
histona H1
histona H3
tejido vegetal
LHCP
APX3
muestra de suero
transferrina77
muestra de músculo
SDHA [1] 73
muestra de levadura
fosfoglicerato quinasa
Tabla 2. Controles de carga comúnmente utilizados para diferentes preparaciones de muestras y sus pesos moleculares.
Extractos celulares/proteínas citoplasmáticas
Actinas

Las actinas son una familia de seis proteínas que forman tres grupos en humanos y otros vertebrados: alfa ( ACTC1, músculo cardíaco 1), alfa 1 ( ACTA1, músculo esquelético) y 2 ( ACTA2, músculo liso aórtico), beta ( ACTB), gama 1 ( ACTG1) y 2 ( ACTG2, músculo liso entérico). Beta y gama 1 son dos proteínas de actina no musculares. Funcionan como el componente principal de los microfilamentos. Las actinas estan altamente conservadas. Las beta actinas de especies tan diversas como el humano, el ratón y la gallina son idénticas. Las beta actina humanas comparten casi el 90 % de identidad con sus homólogas fúngicas. La actina beta humana es idéntica en por lo menos un 93 % con otros miembros de las actinas humana. Tal información acerca de la homología entre los miembros de actina y entre las especies es importante para la selección del anticuerpo y la interpretación de las bandas de Western blots.

Tanto beta como alfa actina han sido utilizadas como controles de carga en experimentos de Western blot. Véase el informe detallado sobre el control de carga de beta actina y los clones habitualmente utilizados, así como las preguntas frecuentes acerca de controles de beta actina.

Las proteínas de actina suelen estar presente en las células en altas concentraciones, y por ende es importante ajustar el volumen de carga y el protocolo de Western blot para asegurarse de que no se sature la señal y se detecte cualquier cambio en los niveles de proteína de actina.

La síntesis de proteína de actina es interferida por cambios en las condiciones de crecimiento celular. Algunas publicaciones han indicado que beta actina podría no ser un control de carga confiable en análisis de Western blots [2]. La beta actina también se encuentra presente en el núcleo, como un componente de los complejos remodeladores de cromatina [3], pero no puede ser utilizado como control de carga de muestras de proteínas nucleares.

Controles de carga en experimentos de Western blot Figura 2
Figura 2. Actinas y microfilamentos. Esta imagen es del NIH.
Gliceraldehído 3-fosfato deshidrogenasa

La gliceraldehído 3-fosfato deshidrogenasa (GAPDH, G3PD o GAPD) cataliza la fosforilación oxidativa reversible del gliceraldehído 3-fosfato en presencia de fosfato inorgánico y nicotinamida adenina dinucleótido (NAD) durante la glucólisis. También posee actividad nitrosilasa, y está involucrada en la transcripción génica, el transporte del ARN, la replicación del ADN y en apoptosis.

Controles de carga en experimentos de Western blot Figura 3
Figura 3. El tetrámero de GAPDH se encuentra involucrado en la glucólisis. La imagen es del NIH.

GAPDH es un gen constitutivo (housekeeping) y es utilizado como control tanto en Western blot como en PCR. GAPDH se encuentra altamente conservada. Por ejemplo, la GAPDH humana con 225 aminoácidos comparte alrededor del 70 % de identidad con su homólogo de Arabidopsis thaliana de 422 aminoácidos. Se encuentra presente en citosol, núcleo, regiones perinucleares y en membranas. Un estudio exhaustivo indica que los niveles de ARNm de GAPDH difieren significativamente entre tejidos, pero permanecen constantes en relación a la edad y el sexo [4]. La hipoxia puede incrementar la expresión de GAPDH [5, 6]. Por lo tanto, no puede ser utilizado como control de carga en estudios relacionados con oxígeno.

Nota al margen: GAPDH se asocia con microfilamentos (beta actina) bajo ciertas condiciones [7].

Tubulinas

Existen 5 tipos de tubulinas: alfa, beta, gama, delta y épsilon. Los heterodímeros de alfa y beta tubulina son los bloques que forman los microtúbulos.

Controles de carga en experimentos de Western blot Figura 4
Figura 4. Tubulinas como los componentes estructurales de los microtúbulos y el blanco de drogas. La imagen es del NIH.

Los subtipos de alfa tubulinas incluyen 1a (TUBA1A), 1b (TUBA1B), 1c (TUBA1C), 3c (TUBA3C), 3d (TUBA3D), 3e (TUBA3E), 4a (TUBA4A), y 8 (TUBA8). Tipos I (TUBB), IIa (TUBB2A), IIb (TUBB2B), III (TUBB3), IVa (TUBB4A), IVb (TUBB4B), V (TUBB6), VI (TUBB1), y VIII (TUBB8) son los subtipos de beta tubulina.

Gama tubulinas, gamma 1(TUBG1) y 2 (TUBG2), están involucradas en la nucleación y orientación polar de los microtúbulos y se encuentran presentes en los centrosomas y cuerpos polares del huso. Las tubulinas delta (TUBD1) y y épsilon (TUBE1) tienden a localizarse en los centríolos y son componentes estructurales del huso mitótico.

Las tubulinas se encuentran conservadas entre las especies. Por ejemplo, la tubulina humana alfa 1a con 451 aminoácidos comparte el 74 % de identidad con su homólogo de levadura Tub3p con 445 aminoácidos. Los subtipos de alfa, beta o gama tubulina también son muy similares. Las tubulinas alfa humanas comparten más del 90 % de identidad entre ellas. Diferentes tipos de tubulina también comparten homología. Las tubulinas alfa humanas comparten 40 % de identidad con las tubulina beta humanas.

Alfa, beta y gama tubulina han sido utilizadas como controles de carga.

Las tubulinas son dianas farmacológicas de varios grupos de compuestos, como los fármacos anticáncer Taxol, Tesetaxel, vinblastina y vincristina, el agente antigota colchicina, y la droga antifúngica griseofulvina. Estos fármacos afectan la expresión de tubulina in vitro e in vivo.

Vinculina - control de carga de alto peso molecular

Otra proteína del citoesqueleto, la vinculina, también ha sido utilizada como control de carga [8-11]. Es uno de los componentes principales de las uniones entre células y entre las células y la matriz extracelular. En el humano, su peso molecular es de 117 kDa, con 1066 aminoácidos. Puede ser utilizada como control de carga para proteínas de alto peso molecular. En tejidos musculares también se expresa una variante de splicing con un exón extra y un peso molecular de 150 kDa.

Proteínas nucleares - controles de carga nucleares
Lamina B1

Las proteínas lamina son los componentes estructurales de la lámina nuclear, la cual da soporte al envoltorio nuclear durante el ciclo celular. En células animales, tres genes codifican para al menos 7 laminas. El gen LMNA codifica para ambos tipo A y C de laminas a través de splicing alternativo, mientras que los genes LMND1 y LMND2 son para lamina B1 y B2. Las laminas tipo B se encuentran presentes en todos los tipos celulares. Las laminas tipo A se expresan tras gastrulación y la expresión de las laminas tipo C es específica de tejido.

Controles de carga en experimentos de Western blot Figura 5
Figura 5. Envoltura nuclear y lamina. La figura es de [123].

Las laminas pueden sufrir modificaciones postraduccionales como la farnesilación y la fosforilación, las cuales a su vez regulan el ensamblaje de la lámina nuclear y la actividad de la proteína lamina

Entre las laminas, la lamina B1 tiende a ser utilizada como control de carga. La lamina B1 se encuentra conservada entre las especies. La lamina B1 humana comparte un 95 % de identidad con los homólogos de roedores, y un 36 % de identidad con su equivalente de la mosca de la fruta. La lamina humana B1 es idéntica en más de un 50 % a otras laminas humanas.

La proteína lamina B1 no es apta como control de carga para muestras que carecen de envoltura nuclear.

Proteína de unión a la caja TATA

La proteína de unión a la caja TATA, del inglés TBP, es un factor de transcripción general que se une específicamente a la secuencia del ADN de la caja TATA, previo al comienzo de la transcripción génica por la ARN polimerasa II. Las cajas TATA se encuentran presentes en un 10 a 20 % de los promotores humanos. El extremo N terminal de la TBP contiene una cadena larga de glutaminas (repeticiones CAG en la molécula de ARNm de TBP), la cual modula la actividad de unión a ADN del extremo C terminal. El número de glutaminas en el extremo N terminal de TBP varía entre individuos normales (entre 25 y 42 repeticiones) y se expande a 47-63 repeticiones en ciertas condiciones patológicas.

La TBP se encuentra altamente conservada. La TBP humana comparte un 90 % de identidad con sus homólogos de roedores y un 60 a 70 % de identidad con sus homólogos fúngicos.

Antígeno nuclear de célula en proliferación

El antígeno nuclear de células en proliferación, del inglés PCNA, es un cofactor de la ADN polimerasa delta, y se expresa en los núcleos de las células durante la fase de síntesis del ADN (fase S) del ciclo celular. El PCNA está involucrado en la replicación del ADN. El PCNA se encuentra conservado en chimpancé, perro, vaca, ratón, rata, gallina, pez cebra, mosca de la fruta, mosquito, S. pombe, S. cerevisiae, K. lactis, E. gossypii, M. grisea, N. crassa, A. thaliana, y arroz. El PCNA humano, con 261 aminoácidos, comparte el 97 % de identidad con sus homólogos de roedores y 36% de identidad con sus homólogos fúngicos.

El PCNA no es un buen control de carga para células no proliferativas o células con tratamiento antiproliferativo.

Mitocondrias y cloroplastos
VDAC1/porina

Los canales aniónicos dependientes de voltaje, como una clase de la familia de porinas, constituyen las principales proteínas de la membrana mitocondrial externa en células eucariotas. Existen por lo menos tres miembros en vertebrados (VDAC1, VDAC2 y VDAC3). VDAC1 se encuentra presente tanto en la membrana mitocondrial exterior como en la membrana plasmática, cumpliendo diferentes funciones. Se expresa en corazón, hígado y músculo. Existen múltiples variantes derivadas del splicing alternativo. El gen de VDAC1 se encuentra conservado en chimpancé, perro, vaca, ratón, rata, gallina y pez cebra. El VDAC1 humano comparte el 90 % de identidad con su homólogo de ratón y 85 % de identidad con su homólogo de pez cebra. Un ejemplo es [12].

Citocromo C oxidasa/COX4I1

La citocromo C oxidasa, en la membrana mitocondrial interna, es el último complejo enzimático de la cadena transportadora de electrones de la mitocondria. Los complejos consisten de 13 subunidades codificadas en la mitocondria y en el núcleo.

La subunidad IV de la citocromo C oxidasa es utilizada comúnmente como control de carga. Posee dos isoformas (1 y 2) que son codificadas por dos genes nucleares (COX4I1 y COX4I2). La isoforma 1 se expresa de manera ubicua y la isoforma 2 se expresa abundantemente en pulmón. Estas dos isoformas comparten el 60 % de identidad en humanos. La isoforma I COX4I1 es utilizada como control de carga. La COX4I1 humana comparte el 80 % de identidad con su homólogo de ratón, y es idéntica en un 63 % a su equivalente en el pez cebra.

Fluidos extracelulares, orina, sangre, medio de cultivo celular, esperma
Transferrina para muestras de suero

La transferrina es una glicoproteína del plasma sanguíneo cuya función principal es la de transportar el hierro desde el hígado, intestino y sistema reticuloendotelial a las células en proliferación de todo el cuerpo. La transferrina humana, con 698 aminoácidos es idéntica en un 73 % a su ortólogo de ratón y en un 43 % a su ortólogo en el pez cebra. Su expresión está afectada en algunas enfermedades hereditarias y en tratamientos con ácido retinoico.

Proteínas vegetales
APX3

La ascorbato peroxidasa 3, APX3, ha sido utilizada como control de carga de fracciones membranosas vegetales. Es una ascorbato peroxidasa microsomal queelimina peróxido de hidrógeno en las células vegetales. En Arabidopsis hay 3 tipos citosólicos (APX1, APX2, APX6), dos cloroplásticos (sAPX estromal, tAPX tilaocidal) y 3 microsomales (APX3, APX4 y APX5).

Otras consideraciones

Varios autores han propuesto dejar de utilizar una proteína como control de carga y confiar en la tinción de las proteínas antes (por Coomassie blue [13] ) o después (por Ponceau [14] ) de la transferencia en el proceso de Western blot, o utilizar una tecnología sin tinción (agregando un compuesto Trihalo de 58 Da al gel) [15]. Sin embargo, esta práctica no satisface las tres características de un control de carga ideal: carga de muestra, transferencia de la proteína e incubación/detección de señal del anticuerpo.

Una combinación de los tres procesos, un control de carga de proteínas, tinción del gel con Coomassie blue, y tinción de la membrana de transferencia con Ponceau, constituyen un protocolo bien pensado de Western blot, y por ende debe ser considerado.

Anticuerpos para los controles de carga típicos en las publicaciones científicas

Se han utilizado anticuerpos de varios proveedores para detectar diferentes tipos de controles de carga entre las 112 publicaciones analizadas por Labome.

Anticuerpos contra actina

Los anticuerpos policlonales anti actina producidos en cabra de Santa Cruz fueron utilizados para estudiar la señalización en respuesta a los daños en el ADN en el síndrome de Nijmegen y en la ataxia telangiectasia [16], en condrocitos articulares [17], en células SAOS-2 (ATCC HTB-85) [18], y en células HeLa [19]. Su anticuerpo anti actina policlonal producido en conejo se utilizó en experimentos con células epiteliales renales porcinas LLC-PK1 [20]. Los anticuerpos anti beta actina de Santa Cruz Biotechnology se utilizaron como controles de carga en muestras de HUVEC [21], en los extractos de proteínas nucleares aislados de cardiomiocitos de ratón [22], en células de rabdomiosarcoma de ratón y en células RMS772 [23], en extractos celulares [24], en linfocitos B normales y mutantes [25], en células 293T [26], y en células epiteliales pigmentadas de retina [27].

Los anticuerpos anti actina de EMD Millipore/Chemicon se utilizaron en muestras de lisados preparados a partir de ratones DAT-KO con inyecciones de LiCl, vehículo o alfa MPT [28], de células HT-29 y SK-OV-3 tratadas con ARNsi para NMT1-1 o NMT2-4 [29], en lisados de tejidos de ratón, y de células C2C12 y HEK293T [30].

Los anticuerpos anti actina de Abcam se utilizaron para investigar ABCA1 y ABCG1 en macrófagos humanos [31], y también en estudios con células cancerígenas de riñón 786 O, UOK121 y UMRC6 [32].

El anticuerpo anti beta actina de Thermo Fisher Pierce / Neomarkers se utilizó como control de carga para investigar el rol de Brachyury en la transición epitelial mesenquimal de células tumorales y en la progresión del tumoral [33].

Los anticuerpos anti actina de Sigma se utilizaron en Western blots en los cuales se detectó p53, WAF1, y MDM2 [34] en células HeLa, en células madre embrionarias con H2AX silvestre (H2AXflox/flox), y deficientes de H2AX [35], en una línea celular de precursores linfoides B [36], o proteínas TRIM5 en monos Rhesus [37], en células U937 [38], en fibroblastos y muestras quirúrgicas de cerebro [39], en células de médula ósea de ratón [40], y en células T migratorias [41]. El anticuerpo anti actina de Sigma fue utilizado como control de carga en Western blots de células HeLa transfectadas con ARNi contra PKD, Hsp27 y con vector control [42]. Los anticuerpos de Sigma anti actina fueron utilizados para identificar factores de transcripción potencialmente importantes para la diferenciación neuronal en mamíferos [43], en hepatocitos [44], en células endoteliales de arteria coronaria humana [45], en células HeLa transfectadas con ARNsi contra Luc o NudC [46], en células NCI-H460 y NCI-H1299 [47], en la línea celular de astrocitoma humano 1321N1 [48], en MEF TAK1+/+ y TAK1-/- y en células HeLa S3 [49], tanto en núcleo como citoplasma de células HeLa [50], en células Jurkat salvajes y Jurkat transfectadas establemente con Bcl-xL, Bcl-2 o vector control [51], en linfocitos B de bazo de ratones deficientes en p85 y de los ratones silvestres correspondientes [52], en células adherentes a colágeno FN-/- de ratón [53], en células K562-R, LAMA-R, y sus parentales tratadas con mesilato de imatinib 1 M [54], en experimentos de ChIP (A5316) [55], y en muestras de Drosophila [56]. Los anticuerpos anti actina de Sigma también fueron citados en otros artículos [57-62].

El anticuerpo anti actina (C4) de Roche Molecular Biochemicals se utilizó en [63, 64]. El anticuerpo anti actina de Cell Signalling se utilizó para estudiar el rol de ING1a en senescencia [65]. El anticuerpo anti actina producido en cabra de Cytoskeleton fue utilizado en Western blots para estudiar el efecto de los receptores de nucleótido P2Y2 en el procesamiento dependiente de alfa secretasa de la proteína precursora amiloide [66].

El anticuerpo monoclonal anti actina hecho en ratón de ICN Biomedicals se utilizó en Western blots para muestras de células LNCaP y PC-3 [67].

Tubulinas

Tanto alfa como beta tubulina han sido utilizadas como controles de carga.

El anticuerpo anti alfa tubulina de Santa Cruz Biotechnology se utilizó en fibroblastos humanos GM00637 con expresión de MT-I/II o MT-III [68], en células U937 transfectadas [69], en lisados de tumores de ratones y para estudiar el rol de Che-1 en la activación de p21WAF1/Cip1 [70]. El anticuerpo anti beta tubulina de Santa Cruz Biotechnology se utilizó en células 786-O [32] y en células K562 [71]. El anticuerpo anti tubulina de Santa Cruz (TU-02) se utilizó en Western blots para estudiar la especificidad de los anticuerpos contra RECQL4 [72].

Los anticuerpos anti alfa tubulina de Sigma se utilizaron como controles de carga en células LNCaP y PC3M [73], para estudiar la regulación negativa de APC por la vía del proteosoma dependiente de ubiquitina [74], en células COS expresando la proteína MuSK [75], en células endoteliales vasculares de cordón umbilical humano [76], en células T24 y HeLa [77]. El anticuerpo monoclonal anti beta tubulina de Sigma fue utilizado en las células de cáncer de cuello y cabeza A253 [78], en cultivos de fibroblastos de pacientes con atrofia muscular espinal [79], y en células MCF-7, HCT116 p53+/+, RKO, células M7TS90 p53 salvaje y células M7TS90-E6 deficientes en p53 [80]. El anticuerpo monoclonal anti tubulina de Sigma (clon DM1A) se utilizó en células embrionarias y adultas de cerebro [81], y en células NIH 3T3 transfectadas transitoriamente con un vector, RACK1, o RACK1 mutante [82].

El anticuerpo anti beta tubulina de BD PharMingen se utilizó en Western blots de muestras de células HeLa Tet-on, HeLa con FOXO4 inducible por Tet-on estables (15-14), y células BJAB o RCC4 transfectadas establemente con un plásmido de expresión de VHL silvestre humana [83]. El anticuerpo anti alfa tubulina de Amersham Biosciences se utilizó en células Jurkat [84]. El anticuerpo monoclonal anti tubulina de Oncogene Science también se utilizó en células Jurkat [85].

GADPH

Los anticuerpos anti GAPDH de EMD Millipore / Chemicon se utilizaron como control en [86], en homogenados neocorticales de ratón y en células N2a y ScN2a [87], en placenta humana [88], en células epiteliales aisladas de parénquima fetal humano [89], y en conejos blancos machos de Nueva Zelanda tras lesiones vasculares inducidas por globo [90].

El anticuerpo anti GAPDH de Santa Cruz Biotechnology se utilizó como control de carga para investigar la regulación de la respuesta cardíaca del ratón frente al estrés inducido por sobrepresión a través de la vía de señalización por PDGFR-b por cardiomiocitos [91] y en lisados de células U937 [69].

El anticuerpo monoclonal anti GAPDH de Abcam se utilizó en Western blots para determinar los niveles de proteína GAPDH en células eritroides de ratón [92], en células epiteliales pigmentadas de retina [27], y en lisados de células 3T3 [93] (número de catálogo ab8245).

El anticuerpo monoclonal anti GAPDH producido en ratón de AbDSerotec fue utilizado en Western blot en 11 tejidos de rata [94].

El anticuerpo monoclonal anti GAPDH (clon 6C5) de HyTest se utilizó para asegurar cargas iguales en Western blots de células progenitoras humanas CD34+, de células de médula ósea y de células tumorales [95].

Los anticuerpos anti GAPDH de Sigma Aldrich [96], Biodesign International [97], y Covance [98] también se utilizaron.

Proteínas de choque térmico

Los anticuerpos contra HSC70 de Santa Cruz Biotechnology se utilizaron como controles de carga en células hematopoiéticas en diferenciación [99], y en los fibroblastos humanos normales GM38 [100]. El anticuerpo anti HSP70 de Stressgen Biotech se utilizó en Western blots de células P388D1 [101]. Los anticuerpos policlonales anti HSP90 de Santa Cruz Biotechnology se utilizaron en Western blots como controles de carga de mastocitos humanos [102] y en células humanas Hep3B y en células de hepatocarcinoma de rata FAO [103].

PCNA

El anticuerpo de Santa Cruz Biotechnology específico para PCNA (PC-10) se utilizó como control de carga en Western blots de células humanas HEK293 [104]. El anticuerpo monoclonal anti PCNA (PC10) de DAKO se utilizó como control de carga de proteínas en Western blots de fibroblastos de embrión de ratón [105].

Vinculina

El anticuerpo anti vinculina de Sigma se utilizó como control de carga en Western blots para estudiar la modulación del receptor de estrógeno alfa en células de cáncer de mama [9], para estudiar la interacción entre MTA1 y MAT1 [10], y en células NRK, CHO y HeLa transfectadas con Cx43 [11].

Otros

Una gran variedad de proteínas ha sido utilizadas como control de carga en infinidad de situaciones. El anticuerpo contra transferrina fue utilizado como control de carga de muestras de suero [106]. La lista incluye APX3 [107], Arf1 [108], beta catenina [109], calnexina [110], ERK-1 [17], ERK2 [111], HDAC1 [32], PDGFR alfa [102], el factor de transcripción IID [112], el receptor de transferrina [113], lamina A/C [44, 114], y la cadena pesada de miosina [112], LHCP [115], Lhcb4 [116], histona H3 [56], e histona H1 [117].

Referencias
  1. Wai T, García-Prieto J, Baker M, Merkwirth C, Benit P, Rustin P, et al. Imbalanced OPA1 processing and mitochondrial fragmentation cause heart failure in mice. Science. 2015;350:aad0116 pubmed publisher
  2. Dittmer A, Dittmer J. Beta-actin is not a reliable loading control in Western blot analysis. Electrophoresis. 2006;27:2844-5 pubmed
  3. Olave I, Reck-Peterson S, Crabtree G. Nuclear actin and actin-related proteins in chromatin remodeling. Annu Rev Biochem. 2002;71:755-81 pubmed
  4. Barber R, Harmer D, Coleman R, Clark B. GAPDH as a housekeeping gene: analysis of GAPDH mRNA expression in a panel of 72 human tissues. Physiol Genomics. 2005;21:389-95 pubmed
  5. Yamaji R, Fujita K, Takahashi S, Yoneda H, Nagao K, Masuda W, et al. Hypoxia up-regulates glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in mouse brain capillary endothelial cells: involvement of Na+/Ca2+ exchanger. Biochim Biophys Acta. 2003;1593:269-76 pubmed
  6. Zhong H, Simons J. Direct comparison of GAPDH, beta-actin, cyclophilin, and 28S rRNA as internal standards for quantifying RNA levels under hypoxia. Biochem Biophys Res Commun. 1999;259:523-6 pubmed
  7. Schmitz H, Bereiter-Hahn J. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase associates with actin filaments in serum deprived NIH 3T3 cells only. Cell Biol Int. 2002;26:155-64 pubmed
  8. Hosseini A, Espona-Fiedler M, Soto-Cerrato V, Quesada R, Perez-Tomas R, Guallar V. Molecular interactions of prodiginines with the BH3 domain of anti-apoptotic Bcl-2 family members. PLoS ONE. 2013;8:e57562 pubmed publisher
  9. Yang Z, Barnes C, Kumar R. Human epidermal growth factor receptor 2 status modulates subcellular localization of and interaction with estrogen receptor alpha in breast cancer cells. Clin Cancer Res. 2004;10:3621-8 pubmed
  10. Talukder A, Mishra S, Mandal M, Balasenthil S, Mehta S, Sahin A, et al. MTA1 interacts with MAT1, a cyclin-dependent kinase-activating kinase complex ring finger factor, and regulates estrogen receptor transactivation functions. J Biol Chem. 2003;278:11676-85 pubmed
  11. Solan J, Fry M, TenBroek E, Lampe P. Connexin43 phosphorylation at S368 is acute during S and G2/M and in response to protein kinase C activation. J Cell Sci. 2003;116:2203-11 pubmed
  12. Luna-Sánchez M, Díaz-Casado E, Barca E, Tejada M, Montilla-García A, Cobos E, et al. The clinical heterogeneity of coenzyme Q10 deficiency results from genotypic differences in the Coq9 gene. EMBO Mol Med. 2015;7:670-87 pubmed publisher
  13. Welinder C, Ekblad L. Coomassie staining as loading control in Western blot analysis. J Proteome Res. 2011;10:1416-9 pubmed publisher
  14. Romero-Calvo I, Ocón B, Martínez-Moya P, Suárez M, Zarzuelo A, Martínez-Augustin O, et al. Reversible Ponceau staining as a loading control alternative to actin in Western blots. Anal Biochem. 2010;401:318-20 pubmed publisher
  15. Vigelsø A, Dybboe R, Hansen C, Dela F, Helge J, Guadalupe Grau A. GAPDH and β-actin protein decreases with aging, making Stain-Free technology a superior loading control in Western blotting of human skeletal muscle. J Appl Physiol (1985). 2015;118:386-94 pubmed publisher
  16. Shull E, Lee Y, Nakane H, Stracker T, Zhao J, Russell H, et al. Differential DNA damage signaling accounts for distinct neural apoptotic responses in ATLD and NBS. Genes Dev. 2009;23:171-80 pubmed publisher
  17. Hwang S, Yu S, Ryu J, Jeon H, Yoo Y, Eom S, et al. Regulation of beta-catenin signaling and maintenance of chondrocyte differentiation by ubiquitin-independent proteasomal degradation of alpha-catenin. J Biol Chem. 2005;280:12758-65 pubmed
  18. Dho S, Deverman B, Lapid C, Manson S, Gan L, Riehm J, et al. Control of cellular Bcl-xL levels by deamidation-regulated degradation. PLoS Biol. 2013;11:e1001588 pubmed publisher
  19. Li Z, Park Y, Marcotte E. A Bacteriophage tailspike domain promotes self-cleavage of a human membrane-bound transcription factor, the myelin regulatory factor MYRF. PLoS Biol. 2013;11:e1001624 pubmed publisher
  20. Ikari A, Nakano M, Kawano K, Suketa Y. Up-regulation of sodium-dependent glucose transporter by interaction with heat shock protein 70. J Biol Chem. 2002;277:33338-43 pubmed
  21. Anwar K, Fazal F, Malik A, Rahman A. RhoA/Rho-associated kinase pathway selectively regulates thrombin-induced intercellular adhesion molecule-1 expression in endothelial cells via activation of I kappa B kinase beta and phosphorylation of RelA/p65. J Immunol. 2004;173:6965-72 pubmed
  22. Chandrasekar B, Mummidi S, Claycomb W, Mestril R, Nemer M. Interleukin-18 is a pro-hypertrophic cytokine that acts through a phosphatidylinositol 3-kinase-phosphoinositide-dependent kinase-1-Akt-GATA4 signaling pathway in cardiomyocytes. J Biol Chem. 2005;280:4553-67 pubmed
  23. Yu Y, Davicioni E, Triche T, Merlino G. The homeoprotein six1 transcriptionally activates multiple protumorigenic genes but requires ezrin to promote metastasis. Cancer Res. 2006;66:1982-9 pubmed
  24. Granja A, Nogal M, Hurtado C, Vila V, Carrascosa A, Salas M, et al. The viral protein A238L inhibits cyclooxygenase-2 expression through a nuclear factor of activated T cell-dependent transactivation pathway. J Biol Chem. 2004;279:53736-46 pubmed
  25. Robinson-White A, Hundley T, Shiferaw M, Bertherat J, Sandrini F, Stratakis C. Protein kinase-A activity in PRKAR1A-mutant cells, and regulation of mitogen-activated protein kinases ERK1/2. Hum Mol Genet. 2003;12:1475-84 pubmed
  26. Zhao J, Kong H, Li H, Huang B, Yang M, Zhu C, et al. IRF-8/interferon (IFN) consensus sequence-binding protein is involved in Toll-like receptor (TLR) signaling and contributes to the cross-talk between TLR and IFN-gamma signaling pathways. J Biol Chem. 2006;281:10073-80 pubmed
  27. Liu B, Faia L, Hu M, Nussenblatt R. Pro-angiogenic effect of IFNgamma is dependent on the PI3K/mTOR/translational pathway in human retinal pigmented epithelial cells. Mol Vis. 2010;16:184-93 pubmed
  28. Beaulieu J, Sotnikova T, Yao W, Kockeritz L, Woodgett J, Gainetdinov R, et al. Lithium antagonizes dopamine-dependent behaviors mediated by an AKT/glycogen synthase kinase 3 signaling cascade. Proc Natl Acad Sci U S A. 2004;101:5099-104 pubmed
  29. Ducker C, Upson J, French K, Smith C. Two N-myristoyltransferase isozymes play unique roles in protein myristoylation, proliferation, and apoptosis. Mol Cancer Res. 2005;3:463-76 pubmed
  30. Delloye-Bourgeois C, Gibert B, Rama N, Delcros J, Gadot N, Scoazec J, et al. Sonic Hedgehog promotes tumor cell survival by inhibiting CDON pro-apoptotic activity. PLoS Biol. 2013;11:e1001623 pubmed publisher
  31. Mauerer R, Ebert S, Langmann T. High glucose, unsaturated and saturated fatty acids differentially regulate expression of ATP-binding cassette transporters ABCA1 and ABCG1 in human macrophages. Exp Mol Med. 2009;41:126-32 pubmed
  32. Galban S, Martindale J, Mazan-Mamczarz K, Lopez de Silanes I, Fan J, Wang W, et al. Influence of the RNA-binding protein HuR in pVHL-regulated p53 expression in renal carcinoma cells. Mol Cell Biol. 2003;23:7083-95 pubmed
  33. Fernando R, Litzinger M, Trono P, Hamilton D, Schlom J, Palena C. The T-box transcription factor Brachyury promotes epithelial-mesenchymal transition in human tumor cells. J Clin Invest. 2010;120:533-44 pubmed publisher
  34. Nakamura S, Roth J, Mukhopadhyay T. Multiple lysine mutations in the C-terminal domain of p53 interfere with MDM2-dependent protein degradation and ubiquitination. Mol Cell Biol. 2000;20:9391-8 pubmed
  35. Ward I, Minn K, Chen J. UV-induced ataxia-telangiectasia-mutated and Rad3-related (ATR) activation requires replication stress. J Biol Chem. 2004;279:9677-80 pubmed
  36. Naderi S, Gutzkow K, Låhne H, Lefdal S, Ryves W, Harwood A, et al. cAMP-induced degradation of cyclin D3 through association with GSK-3beta. J Cell Sci. 2004;117:3769-83 pubmed
  37. Lim S, Rogers T, Chan T, Whitney J, Kim J, Sodroski J, et al. TRIM5alpha Modulates Immunodeficiency Virus Control in Rhesus Monkeys. PLoS Pathog. 2010;6:e1000738 pubmed publisher
  38. Rosato R, Almenara J, Dai Y, Grant S. Simultaneous activation of the intrinsic and extrinsic pathways by histone deacetylase (HDAC) inhibitors and tumor necrosis factor-related apoptosis-inducing ligand (TRAIL) synergistically induces mitochondrial damage and apoptosis in human leukemia cells. Mol Cancer Ther. 2003;2:1273-84 pubmed
  39. Comi A, Hunt P, Vawter M, Pardo C, Becker K, Pevsner J. Increased fibronectin expression in sturge-weber syndrome fibroblasts and brain tissue. Pediatr Res. 2003;53:762-9 pubmed
  40. Kim K, Kim J, Lee J, Jin H, Lee S, Fisher D, et al. Nuclear factor of activated T cells c1 induces osteoclast-associated receptor gene expression during tumor necrosis factor-related activation-induced cytokine-mediated osteoclastogenesis. J Biol Chem. 2005;280:35209-16 pubmed
  41. McDowall A, Inwald D, Leitinger B, Jones A, Liesner R, Klein N, et al. A novel form of integrin dysfunction involving beta1, beta2, and beta3 integrins. J Clin Invest. 2003;111:51-60 pubmed
  42. Döppler H, Storz P, Li J, Comb M, Toker A. A phosphorylation state-specific antibody recognizes Hsp27, a novel substrate of protein kinase D. J Biol Chem. 2005;280:15013-9 pubmed
  43. Theodorou E, Dalembert G, Heffelfinger C, White E, Weissman S, Corcoran L, et al. A high throughput embryonic stem cell screen identifies Oct-2 as a bifunctional regulator of neuronal differentiation. Genes Dev. 2009;23:575-88 pubmed publisher
  44. Dentin R, Pégorier J, Benhamed F, Foufelle F, Ferre P, Fauveau V, et al. Hepatic glucokinase is required for the synergistic action of ChREBP and SREBP-1c on glycolytic and lipogenic gene expression. J Biol Chem. 2004;279:20314-26 pubmed
  45. Abid M, Schoots I, Spokes K, Wu S, Mawhinney C, Aird W. Vascular endothelial growth factor-mediated induction of manganese superoxide dismutase occurs through redox-dependent regulation of forkhead and IkappaB/NF-kappaB. J Biol Chem. 2004;279:44030-8 pubmed
  46. Aumais J, Williams S, Luo W, Nishino M, Caldwell K, Caldwell G, et al. Role for NudC, a dynein-associated nuclear movement protein, in mitosis and cytokinesis. J Cell Sci. 2003;116:1991-2003 pubmed
  47. Choi S, Kim M, Kang C, Bae S, Cho C, Soh J, et al. Activation of Bak and Bax through c-abl-protein kinase Cdelta-p38 MAPK signaling in response to ionizing radiation in human non-small cell lung cancer cells. J Biol Chem. 2006;281:7049-59 pubmed
  48. Griffin B, Moynagh P. Persistent interleukin-1beta signaling causes long term activation of NFkappaB in a promoter-specific manner in human glial cells. J Biol Chem. 2006;281:10316-26 pubmed
  49. Uemura N, Kajino T, Sanjo H, Sato S, Akira S, Matsumoto K, et al. TAK1 is a component of the Epstein-Barr virus LMP1 complex and is essential for activation of JNK but not of NF-kappaB. J Biol Chem. 2006;281:7863-72 pubmed
  50. Yin J, Kwon Y, Varshavsky A, Wang W. RECQL4, mutated in the Rothmund-Thomson and RAPADILINO syndromes, interacts with ubiquitin ligases UBR1 and UBR2 of the N-end rule pathway. Hum Mol Genet. 2004;13:2421-30 pubmed
  51. Ballestrero A, Nencioni A, Boy D, Rocco I, Garuti A, Mela G, et al. Tumor necrosis factor-related apoptosis-inducing ligand cooperates with anticancer drugs to overcome chemoresistance in antiapoptotic Bcl-2 family members expressing jurkat cells. Clin Cancer Res. 2004;10:1463-70 pubmed
  52. Piatelli M, Wardle C, Blois J, Doughty C, Schram B, Rothstein T, et al. Phosphatidylinositol 3-kinase-dependent mitogen-activated protein/extracellular signal-regulated kinase kinase 1/2 and NF-kappa B signaling pathways are required for B cell antigen receptor-mediated cyclin D2 induction in mature B cells. J Immunol. 2004;172:2753-62 pubmed
  53. Hocking D, Kowalski K. A cryptic fragment from fibronectin's III1 module localizes to lipid rafts and stimulates cell growth and contractility. J Cell Biol. 2002;158:175-84 pubmed
  54. Dai Y, Rahmani M, Corey S, Dent P, Grant S. A Bcr/Abl-independent, Lyn-dependent form of imatinib mesylate (STI-571) resistance is associated with altered expression of Bcl-2. J Biol Chem. 2004;279:34227-39 pubmed
  55. Maston G, Zhu L, Chamberlain L, Lin L, Fang M, Green M. Non-canonical TAF complexes regulate active promoters in human embryonic stem cells. elife. 2012;1:e00068 pubmed publisher
  56. Garelli A, Gontijo A, Miguela V, Caparros E, Dominguez M. Imaginal discs secrete insulin-like peptide 8 to mediate plasticity of growth and maturation. Science. 2012;336:579-82 pubmed publisher
  57. Tao L, Xie Q, Ding Y, Li S, Peng S, Zhang Y, et al. CAMKII and calcineurin regulate the lifespan of Caenorhabditis elegans through the FOXO transcription factor DAF-16. elife. 2013;2:e00518 pubmed publisher
  58. Mitrovic S, Nogueira C, Cantero-Recasens G, Kiefer K, Fernández-Fernández J, Popoff J, et al. TRPM5-mediated calcium uptake regulates mucin secretion from human colon goblet cells. elife. 2013;2:e00658 pubmed publisher
  59. Wang F, He L, Huangyang P, Liang J, Si W, Yan R, et al. JMJD6 promotes colon carcinogenesis through negative regulation of p53 by hydroxylation. PLoS Biol. 2014;12:e1001819 pubmed publisher
  60. Kalyuga M, Gallego-Ortega D, Lee H, Roden D, Cowley M, Caldon C, et al. ELF5 suppresses estrogen sensitivity and underpins the acquisition of antiestrogen resistance in luminal breast cancer. PLoS Biol. 2012;10:e1001461 pubmed publisher
  61. Balbas M, Evans M, Hosfield D, Wongvipat J, Arora V, Watson P, et al. Overcoming mutation-based resistance to antiandrogens with rational drug design. elife. 2013;2:e00499 pubmed publisher
  62. Rousseau A, McEwen A, Poussin-Courmontagne P, Rognan D, Nominé Y, Rio M, et al. TRAF4 is a novel phosphoinositide-binding protein modulating tight junctions and favoring cell migration. PLoS Biol. 2013;11:e1001726 pubmed publisher
  63. Chin L, Vavalle J, Li L. Staring, a novel E3 ubiquitin-protein ligase that targets syntaxin 1 for degradation. J Biol Chem. 2002;277:35071-9 pubmed
  64. Werner A, de Vries E, Tait S, Bontjer I, Borst J. Bcl-2 family member Bfl-1/A1 sequesters truncated bid to inhibit is collaboration with pro-apoptotic Bak or Bax. J Biol Chem. 2002;277:22781-8 pubmed
  65. Rajarajacholan U, Thalappilly S, Riabowol K. The ING1a tumor suppressor regulates endocytosis to induce cellular senescence via the Rb-E2F pathway. PLoS Biol. 2013;11:e1001502 pubmed publisher
  66. Camden J, Schrader A, Camden R, Gonzalez F, Erb L, Seye C, et al. P2Y2 nucleotide receptors enhance alpha-secretase-dependent amyloid precursor protein processing. J Biol Chem. 2005;280:18696-702 pubmed
  67. Yang C, Lin H, Chen C, Yang Y, Tseng P, Rangnekar V, et al. Bcl-xL mediates a survival mechanism independent of the phosphoinositide 3-kinase/Akt pathway in prostate cancer cells. J Biol Chem. 2003;278:25872-8 pubmed
  68. Jeong H, Youn C, Cho H, Kim S, Kim M, Kim H, et al. Metallothionein-III prevents gamma-ray-induced 8-oxoguanine accumulation in normal and hOGG1-depleted cells. J Biol Chem. 2004;279:34138-49 pubmed
  69. Yao P, Potdar A, Ray P, Eswarappa S, Flagg A, Willard B, et al. The HILDA complex coordinates a conditional switch in the 3'-untranslated region of the VEGFA mRNA. PLoS Biol. 2013;11:e1001635 pubmed publisher
  70. Di Padova M, Bruno T, De Nicola F, Iezzi S, D'Angelo C, Gallo R, et al. Che-1 arrests human colon carcinoma cell proliferation by displacing HDAC1 from the p21WAF1/CIP1 promoter. J Biol Chem. 2003;278:36496-504 pubmed
  71. Holstein S, Wohlford-Lenane C, Hohl R. Consequences of mevalonate depletion. Differential transcriptional, translational, and post-translational up-regulation of Ras, Rap1a, RhoA, AND RhoB. J Biol Chem. 2002;277:10678-82 pubmed
  72. Petkovic M, Dietschy T, Freire R, Jiao R, Stagljar I. The human Rothmund-Thomson syndrome gene product, RECQL4, localizes to distinct nuclear foci that coincide with proteins involved in the maintenance of genome stability. J Cell Sci. 2005;118:4261-9 pubmed
  73. Rigas A, Ozanne D, Neal D, Robson C. The scaffolding protein RACK1 interacts with androgen receptor and promotes cross-talk through a protein kinase C signaling pathway. J Biol Chem. 2003;278:46087-93 pubmed
  74. Choi J, Park S, Costantini F, Jho E, Joo C. Adenomatous polyposis coli is down-regulated by the ubiquitin-proteasome pathway in a process facilitated by Axin. J Biol Chem. 2004;279:49188-98 pubmed
  75. Chevessier F, Faraut B, Ravel-Chapuis A, Richard P, Gaudon K, Bauché S, et al. MUSK, a new target for mutations causing congenital myasthenic syndrome. Hum Mol Genet. 2004;13:3229-40 pubmed
  76. Hayward D, Clarke R, Faragher A, Pillai M, Hagan I, Fry A. The centrosomal kinase Nek2 displays elevated levels of protein expression in human breast cancer. Cancer Res. 2004;64:7370-6 pubmed
  77. Hendrickx N, Volanti C, Moens U, Seternes O, de Witte P, Vandenheede J, et al. Up-regulation of cyclooxygenase-2 and apoptosis resistance by p38 MAPK in hypericin-mediated photodynamic therapy of human cancer cells. J Biol Chem. 2003;278:52231-9 pubmed
  78. Yin M, Li Z, Cao S, Durrani F, Azrak R, Frank C, et al. Enhanced 7-ethyl-10-hydroxycamptothecin (SN-38) lethality by methylselenocysteine is associated with Chk2 phosphorylation at threonine-68 and down-regulation of Cdc6 expression. Mol Pharmacol. 2004;66:153-60 pubmed
  79. Brichta L, Hofmann Y, Hahnen E, Siebzehnrubl F, Raschke H, Blumcke I, et al. Valproic acid increases the SMN2 protein level: a well-known drug as a potential therapy for spinal muscular atrophy. Hum Mol Genet. 2003;12:2481-9 pubmed
  80. Longley D, Allen W, McDermott U, Wilson T, Latif T, Boyer J, et al. The roles of thymidylate synthase and p53 in regulating Fas-mediated apoptosis in response to antimetabolites. Clin Cancer Res. 2004;10:3562-71 pubmed
  81. Burgess H, Reiner O. Alternative splice variants of doublecortin-like kinase are differentially expressed and have different kinase activities. J Biol Chem. 2002;277:17696-705 pubmed
  82. Mamidipudi V, Zhang J, Lee K, Cartwright C. RACK1 regulates G1/S progression by suppressing Src kinase activity. Mol Cell Biol. 2004;24:6788-98 pubmed
  83. Tang T, Lasky L. The forkhead transcription factor FOXO4 induces the down-regulation of hypoxia-inducible factor 1 alpha by a von Hippel-Lindau protein-independent mechanism. J Biol Chem. 2003;278:30125-35 pubmed
  84. Harper N, Hughes M, MacFarlane M, Cohen G. Fas-associated death domain protein and caspase-8 are not recruited to the tumor necrosis factor receptor 1 signaling complex during tumor necrosis factor-induced apoptosis. J Biol Chem. 2003;278:25534-41 pubmed
  85. Zhang Z, Rehmann H, Price L, Riedl J, Bos J. AF6 negatively regulates Rap1-induced cell adhesion. J Biol Chem. 2005;280:33200-5 pubmed
  86. Hudak K, Parikh B, Di R, Baricevic M, Santana M, Seskar M, et al. Generation of pokeweed antiviral protein mutations in Saccharomyces cerevisiae: evidence that ribosome depurination is not sufficient for cytotoxicity. Nucleic Acids Res. 2004;32:4244-56 pubmed
  87. Ishikura N, Clever J, Bouzamondo-Bernstein E, Samayoa E, Prusiner S, Huang E, et al. Notch-1 activation and dendritic atrophy in prion disease. Proc Natl Acad Sci U S A. 2005;102:886-91 pubmed
  88. Gellhaus A, Schmidt M, Dunk C, Lye S, Kimmig R, Winterhager E. Decreased expression of the angiogenic regulators CYR61 (CCN1) and NOV (CCN3) in human placenta is associated with pre-eclampsia. Mol Hum Reprod. 2006;12:389-99 pubmed
  89. Foster C, Zhang P, Gonzales L, Guttentag S. In vitro surfactant protein B deficiency inhibits lamellar body formation. Am J Respir Cell Mol Biol. 2003;29:259-66 pubmed
  90. Ju H, Nerurkar S, Sauermelch C, Olzinski A, Mirabile R, Zimmerman D, et al. Sustained activation of p38 mitogen-activated protein kinase contributes to the vascular response to injury. J Pharmacol Exp Ther. 2002;301:15-20 pubmed
  91. Chintalgattu V, Ai D, Langley R, Zhang J, Bankson J, Shih T, et al. Cardiomyocyte PDGFR-beta signaling is an essential component of the mouse cardiac response to load-induced stress. J Clin Invest. 2010;120:472-84 pubmed publisher
  92. Zhou D, Pawlik K, Ren J, Sun C, Townes T. Differential binding of erythroid Krupple-like factor to embryonic/fetal globin gene promoters during development. J Biol Chem. 2006;281:16052-7 pubmed
  93. Kempf A, Tews B, Arzt M, Weinmann O, Obermair F, Pernet V, et al. The sphingolipid receptor S1PR2 is a receptor for Nogo-a repressing synaptic plasticity. PLoS Biol. 2014;12:e1001763 pubmed publisher
  94. Guais A, Solhonne B, Melaine N, Guellaen G, Bulle F. Goliath, a ring-H2 mitochondrial protein, regulated by luteinizing hormone/human chorionic gonadotropin in rat leydig cells. Biol Reprod. 2004;70:204-13 pubmed
  95. Schag K, Schmidt S, Muller M, Weinschenk T, Appel S, Weck M, et al. Identification of C-met oncogene as a broadly expressed tumor-associated antigen recognized by cytotoxic T-lymphocytes. Clin Cancer Res. 2004;10:3658-66 pubmed
  96. Akagi S, Ichikawa H, Okada T, Sarai A, Sugimoto T, Morimoto H, et al. The critical role of SRC homology domain 2-containing tyrosine phosphatase-1 in recombinant human erythropoietin hyporesponsive anemia in chronic hemodialysis patients. J Am Soc Nephrol. 2004;15:3215-24 pubmed
  97. Ko H, Bailey R, Smith W, Liu Z, Shin J, Lee Y, et al. CHIP regulates leucine-rich repeat kinase-2 ubiquitination, degradation, and toxicity. Proc Natl Acad Sci U S A. 2009;106:2897-902 pubmed publisher
  98. Ku M, Howard S, Ni W, Lagna G, Hata A. OAZ regulates bone morphogenetic protein signaling through Smad6 activation. J Biol Chem. 2006;281:5277-87 pubmed
  99. Plenchette S, Cathelin S, Rébé C, Launay S, Ladoire S, Sordet O, et al. Translocation of the inhibitor of apoptosis protein c-IAP1 from the nucleus to the Golgi in hematopoietic cells undergoing differentiation: a nuclear export signal-mediated event. Blood. 2004;104:2035-43 pubmed
  100. Zhu Z, Ramos J, Kampa K, Adimoolam S, Sirisawad M, Yu Z, et al. Control of ASPP2/(53BP2L) protein levels by proteasomal degradation modulates p53 apoptotic function. J Biol Chem. 2005;280:34473-80 pubmed
  101. Rusinol A, Thewke D, Liu J, Freeman N, Panini S, Sinensky M. AKT/protein kinase B regulation of BCL family members during oxysterol-induced apoptosis. J Biol Chem. 2004;279:1392-9 pubmed
  102. Melendez A, Khaw A. Dichotomy of Ca2+ signals triggered by different phospholipid pathways in antigen stimulation of human mast cells. J Biol Chem. 2002;277:17255-62 pubmed
  103. Qi X, Wildey G, Howe P. Evidence that Ser87 of BimEL is phosphorylated by Akt and regulates BimEL apoptotic function. J Biol Chem. 2006;281:813-23 pubmed
  104. Wang B, Liu K, Lin F, Lin W. A role for 14-3-3 tau in E2F1 stabilization and DNA damage-induced apoptosis. J Biol Chem. 2004;279:54140-52 pubmed
  105. Audebert M, Salles B, Calsou P. Involvement of poly(ADP-ribose) polymerase-1 and XRCC1/DNA ligase III in an alternative route for DNA double-strand breaks rejoining. J Biol Chem. 2004;279:55117-26 pubmed
  106. Minagawa I, Fukuda M, Ishige H, Kohriki H, Shibata M, Park E, et al. Relaxin-like factor (RLF)/insulin-like peptide 3 (INSL3) is secreted from testicular Leydig cells as a monomeric protein comprising three domains B-C-A with full biological activity in boars. Biochem J. 2012;441:265-73 pubmed publisher
  107. Shen G, Adam Z, Zhang H. The E3 ligase AtCHIP ubiquitylates FtsH1, a component of the chloroplast FtsH protease, and affects protein degradation in chloroplasts. Plant J. 2007;52:309-21 pubmed
  108. Ibrahim F, Pang S, Melendez A. Anaphylatoxin signaling in human neutrophils. A key role for sphingosine kinase. J Biol Chem. 2004;279:44802-11 pubmed
  109. Zhang J, Bao S, Furumai R, Kucera K, Ali A, Dean N, et al. Protein phosphatase 5 is required for ATR-mediated checkpoint activation. Mol Cell Biol. 2005;25:9910-9 pubmed
  110. Spencer M, Theodosiou M, Noonan D. NPDC-1, a novel regulator of neuronal proliferation, is degraded by the ubiquitin/proteasome system through a PEST degradation motif. J Biol Chem. 2004;279:37069-78 pubmed
  111. Huang H, Muddiman D, Tindall D. Androgens negatively regulate forkhead transcription factor FKHR (FOXO1) through a proteolytic mechanism in prostate cancer cells. J Biol Chem. 2004;279:13866-77 pubmed
  112. Berry F, Mirzayans F, Walter M. Regulation of FOXC1 stability and transcriptional activity by an epidermal growth factor-activated mitogen-activated protein kinase signaling cascade. J Biol Chem. 2006;281:10098-104 pubmed
  113. Manninen A, Verkade P, Le Lay S, Torkko J, Kasper M, Fullekrug J, et al. Caveolin-1 is not essential for biosynthetic apical membrane transport. Mol Cell Biol. 2005;25:10087-96 pubmed
  114. Mahadevan K, Zhang H, Akef A, Cui X, Gueroussov S, Cenik C, et al. RanBP2/Nup358 potentiates the translation of a subset of mRNAs encoding secretory proteins. PLoS Biol. 2013;11:e1001545 pubmed publisher
  115. Sung D, Guy C. Physiological and molecular assessment of altered expression of Hsc70-1 in Arabidopsis. Evidence for pleiotropic consequences. Plant Physiol. 2003;132:979-87 pubmed
  116. Lee M, Jung C, Lee J, Kim S, Lee Y, Hwang I. An Arabidopsis prenylated Rab acceptor 1 isoform, AtPRA1.B6, displays differential inhibitory effects on anterograde trafficking of proteins at the endoplasmic reticulum. Plant Physiol. 2011;157:645-58 pubmed publisher
  117. Vossenkamper A, Marches O, Fairclough P, Warnes G, Stagg A, Lindsay J, et al. Inhibition of NF-κB signaling in human dendritic cells by the enteropathogenic Escherichia coli effector protein NleE. J Immunol. 2010;185:4118-27 pubmed publisher
  118. Huang D, Wang Y, Wang L, Zhang F, Deng S, Wang R, et al. Poly(ADP-ribose) polymerase 1 is indispensable for transforming growth factor-β Induced Smad3 activation in vascular smooth muscle cell. PLoS ONE. 2011;6:e27123 pubmed publisher
  119. Mendoza-Villanueva D, Deng W, Lopez-Camacho C, Shore P. The Runx transcriptional co-activator, CBFbeta, is essential for invasion of breast cancer cells. Mol Cancer. 2010;9:171 pubmed publisher
  120. Hay E, Nouraud A, Marie P. N-cadherin negatively regulates osteoblast proliferation and survival by antagonizing Wnt, ERK and PI3K/Akt signalling. PLoS ONE. 2009;4:e8284 pubmed publisher
  121. Pereira E, Liao N, Neale G, Hendershot L. Transcriptional and post-transcriptional regulation of proangiogenic factors by the unfolded protein response. PLoS ONE. 2010;5: pubmed
  122. Schiappacassi M, Lovisa S, Lovat F, Fabris L, Colombatti A, Belletti B, et al. Role of T198 modification in the regulation of p27(Kip1) protein stability and function. PLoS ONE. 2011;6:e17673 pubmed publisher
  123. Chi Y, Chen Z, Jeang K. The nuclear envelopathies and human diseases. J Biomed Sci. 2009;16:96 pubmed publisher
ISSN : 2329-5139